БИОХИМИЯ, 2023, том 88, вып. 10, с. 1867–1879

УДК 577.112+577.34

Особенности механизма транспорта протонов в ESR, ретинальном белке Exiguobacterium sibiricum

Обзор

© 2023 Л.Е. Петровская 1*lpetr65@yahoo.com, С.А. Силецкий 2, М.Д. Мамедов 2, Е.П. Лукашев 3, С.П. Балашов 4, Д.А. Долгих 1,3, М.П. Кирпичников 1,3

Институт биоорганической химии имени академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН, 117997 Москва, Россия; электронная почта: lpetr65@yahoo.com

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, Научно-исследовательский институт физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, 119991 Москва, Россия

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, биологический факультет, 119234 Москва, Россия

Университет Калифорнии, Отдел физиологии и биофизики, 92697 Ирвайн CA, США

Поступила в редакцию 15.06.2023
После доработки 11.07.2023
Принята к публикации 11.07.2023

DOI: 10.31857/S032097252310010X

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: ретинальный белок, протеородопсин, основание Шиффа, акцептор протонов, донор протонов, фотоцикл, прямой электрометрический метод.

Статья на английском языке опубликована в режиме Open Access (открытого доступа) на сайте издательства Springer. DOI: 10.1134/S0006297923100103.

Аннотация

Ретиналь-содержащие светочувствительные белки ‒ родопсины – обнаружены у многих микроорганизмов. Интерес к ним во многом объясняется их ролью в запасании энергии света и фоторегуляции в микроорганизмах, а также перспективами использования в оптогенетике с целью контроля активности нейронов, в том числе для терапии различных заболеваний. Одним из представителей микробных родопсинов является ESR, ретинальный белок Exiguobacterium sibiricum. От гомологичных белков ESR отличает наличие остатка лизина (Lys96) в качестве донора протонов для основания Шиффа. Эта особенность, наряду с водородной связью акцептора протонов Asp85 с остатком His57, определяет его функциональные характеристики как протонного насоса. В обзоре рассматриваются результаты исследований ESR, проведенных с использованием различных методов, включая метод прямой электрометрии. Сравнение полученных данных с результатами определения пространственной структуры и с другими ретинальными белками позволяет сделать выводы о механизмах транспорта ионов водорода в молекуле ESR и подобных ретинальных белков.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена при поддержке Российского научного фонда (грант № 22‑14‑00104).

Вклад авторов

Л.Е. Петровская, С.А. Силецкий, С.П. Балашов, Д.А. Долгих, М.П. Кирпичников – концепция и руководство работой, редактирование текста статьи; Л.Е. Петровская, С.А. Силецкий, М.Д. Мамедов, Е.П. Лукашев, С.П. Балашов – написание текста статьи.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Engelhard, M. (2022) Molecular Biology of Microbial Rhodopsins, in Rhodopsin: Methods and Protocols (Gordeliy, V., ed) Springer US, New York, NY, pp. 53-69, doi: 10.1007/978-1-0716-2329-9_2.

2. Govorunova, E. G., Sineshchekov, O. A., Li, H., and Spudich, J. L. (2017) Microbial rhodopsins: diversity, mechanisms, and optogenetic applications, Annu. Rev. Biochem., 86, 845-872, doi: 10.1146/annurev-biochem-101910-144233.

3. Rozenberg, A., Inoue, K., Kandori, H., and Béjà, O. (2021) Microbial rhodopsins: the last two decades, Annu. Rev. Microbiol., 75, 427-447, doi: 10.1146/annurev-micro-031721-020452.

4. Gushchin, I., and Gordeliy, V. (2018) Microbial Rhodopsins, in Membrane Protein Complexes: Structure and Function (Harris, J. R., and Boekema, E. J., eds) Springer Singapore, Singapore. pp 19-56, doi: 10.1007/978-981-10-7757-9_2.

5. Brown, L. S. (2022) Light-driven proton transfers and proton transport by microbial rhodopsins – A biophysical perspective, Biochim. Biophys. Acta Biomembranes, 1864, 183867, doi: 10.1016/j.bbamem.2022.183867.

6. Kandori, H. (2020) Biophysics of rhodopsins and optogenetics, Biophys. Rev., 12, 355-361, doi: 10.1007/s12551-020-00645-0.

7. Lanyi, J. K. (2006) Proton transfers in the bacteriorhodopsin photocycle, Biochim. Biophys. Acta, 1757, 1012-1018, doi: 10.1016/j.bbabio.2005.11.003.

8. Skulachev, V. P., Bogachev, A. V., and Kasparinsky, F. O. (2013) Bacteriorhodopsin, in Principles of Bioenergetics, Springer-Verlag. Berlin, Heidelberg, pp. 139-156, doi: 10.1007/978-3-642-33430-6_6.

9. Oesterhelt, D., and Stoeckenius, W. (1971) Rhodopsin-like protein from the purple membrane of Halobacterium halobium, Nat. New Biol., 233, 149-152, doi: 10.1038/newbio233149a0.

10. Balashov, S. P. (2000) Protonation reactions and their coupling in bacteriorhodopsin, Biochim. Biophys. Acta Bioenergetics, 1460, 75-94, doi: 10.1016/S0005-2728(00)00131-6.

11. Neutze, R., Pebay-Peyroula, E., Edman, K., Royant, A., Navarro, J., and Landau, E. M. (2002) Bacteriorhodopsin: a high-resolution structural view of vectorial proton transport, Biochim. Biophys. Acta Biomembranes, 1565, 144-167, doi: 10.1016/S0005-2736(02)00566-7.

12. Luecke, H., Schobert, B., Richter, H.-T., Cartailler, J.-P., and Lanyi, J. K. (1999) Structural changes in bacteriorhodopsin during ion transport at 2 angstrom resolution, Science, 286, 255-260, doi: 10.1126/science.286.5438.255.

13. Nango, E., Royant, A., Kubo, M., Nakane, T., Wickstrand, C., Kimura, T., Tanaka, T., Tono, K., Song, C., Tanaka, R., Arima, T., Yamashita, A., Kobayashi, J., Hosaka, T., Mizohata, E., Nogly, P., Sugahara, M., et al. (2016) A three-dimensional movie of structural changes in bacteriorhodopsin, Science, 354, 1552-1557, doi: 10.1126/science.aah3497.

14. Pushkarev, A., and Béjà, O. (2016) Functional metagenomic screen reveals new and diverse microbial rhodopsins, ISME J., 10, 2331-2335, doi: 10.1038/ismej.2016.7.

15. Inoue, K. (2021) Diversity, Mechanism, and Optogenetic Application of Light-Driven Ion Pump Rhodopsins, in Optogenetics: Light-Sensing Proteins and Their Applications in Neuroscience and Beyond (Yawo, H., Kandori, H., Koizumi, A., and Kageyama, R., eds) Springer Singapore, Singapore, pp. 89-126, doi: 10.1007/978-981-15-8763-4_6.

16. Bamann, C., Bamberg, E., Wachtveitl, J., and Glaubitz, C. (2014) Proteorhodopsin, Biochim. Biophys. Acta Bioenergetics, 1837, 614-625, doi: 10.1016/j.bbabio.2013.09.010.

17. Brown, L. S. (2014) Eubacterial rhodopsins – unique photosensors and diverse ion pumps, Biochim. Biophys. Acta Bioenergetics, 1837, 553-561, doi: 10.1016/j.bbabio.2013.05.006.

18. Bergo, V. B., Sineshchekov, O. A., Kralj, J. M., Partha, R., Spudich, E. N., Rothschild, K. J., and Spudich, J. L. (2009) His-75 in proteorhodopsin, a novel component in light-driven proton translocation by primary pumps, J. Biol. Chem., 284, 2836-2843, doi: 10.1074/jbc.M803792200.

19. Hempelmann, F., Holper, S., Verhoefen, M. K., Woerner, A. C., Kohler, T., Fiedler, S. A., Pfleger, N., Wachtveitl, J., and Glaubitz, C. (2011) His75-Asp97 cluster in green proteorhodopsin, J. Am. Chem. Soc., 133, 4645-4654, doi: 10.1021/Ja111116a.

20. Petrovskaya, L. E., Lukashev, E. P., Chupin, V. V., Sychev, S. V., Lyukmanova, E. N., Kryukova, E. A., Ziganshin, R. H., Spirina, E. V., Rivkina, E. M., Khatypov, R. A., Erokhina, L. G., Gilichinsky, D. A., Shuvalov, V. A., and Kirpichnikov, M. P. (2010) Predicted bacteriorhodopsin from Exiguobacterium sibiricum is a functional proton pump, FEBS Lett., 584, 4193-4196, doi: 10.1016/j.febslet.2010.09.005.

21. Petrovskaya, L., Balashov, S., Lukashev, E., Imasheva, E., Gushchin, I. Y., Dioumaev, A., Rubin, A., Dolgikh, D., Gordeliy, V., Lanyi, J., and Kirpichnikov, M. (2015) ESR – A retinal protein with unusual properties from Exiguobacterium sibiricum, Biochemistry (Moscow), 80, 688-700, doi: 10.1134/S000629791506005X.

22. Drachev, L. A., Jasaitis, A. A., Kaulen, A. D., Kondrashin, A. A., Liberman, E. A., Nemecek, I. B., Ostroumov, S. A., Semenov, A. Y., and Skulachev, V. P. (1974) Direct measurement of electric current generation by cytochrome oxidase, H+-ATPase and bacteriorhodopsin, Nature, 249, 321-324, doi: 10.1038/249321a0.

23. Drachev, L. A., Kaulen, A. D., Semenov, A. Y., Severina, I. I., and Skulachev, V. P. (1979) Lipid-impregnated filters as a tool for studying the electric current-generating proteins, Anal. Biochem., 96, 250-262, doi: 10.1016/0003-2697(79)90580-3.

24. Drachev, L. A., Kaulen, A. D., Khitrina, L. V., and Skulachev, V. P. (1981) Fast stages of photoelectric processes in biological membranes. I. Bacteriorhodopsin, Eur. J. Biochem., 117, 461-470, doi: 10.1111/j.1432-1033.1981.tb06361.x.

25. Siletsky, S. A., Mamedov, M. D., Lukashev, E. P., Balashov, S. P., and Petrovskaya, L. E. (2022) Application of direct electrometry in studies of microbial rhodopsins reconstituted in proteoliposomes, Biophys. Rev., 14, 771-778, doi: 10.1007/s12551-022-00986-y.

26. Kovalev, K., Volkov, D., Astashkin, R., Alekseev, A., Gushchin, I., Haro-Moreno, J. M., Chizhov, I., Siletsky, S., Mamedov, M., and Rogachev, A. (2020) High-resolution structural insights into the heliorhodopsin family, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 117, 4131-4141, doi: 10.1073/pnas.1915888117.

27. Rokitskaya, T. I., Maliar, N. L., Siletsky, S. A., Gordeliy, V., and Antonenko, Y. N. (2022) Electrophysiological Characterization of Microbial Rhodopsin Transport Properties: Electrometric and ΔpH Measurements Using Planar Lipid Bilayer, Collodion Film, and Fluorescent Probe Approaches, in Rhodopsin: Methods and Protocols (Gordeliy, V. ed) Springer US, New York, NY, pp. 259-275, doi: 10.1007/978-1-0716-2329-9_12.

28. Mamedov, M. D., Beshta, O. E., Samuilov, V. D., and Semenov, A. Y. (1994) Electrogenicity at the secondary quinone acceptor site of cyanobacterial photosystem II, FEBS Lett., 350, 96-98, doi: 10.1016/0014-5793(94)00742-X.

29. Mamedov, M., Gadzhieva, R., Gourovskaya, K., Drachev, L., and Semenov, A. Y. (1996) Electrogenicity at the donor/acceptor sides of cyanobacterial photosystem I, J. Bioenerg. Biomembr., 28, 517-522, doi: 10.1007/BF02110441.

30. Mamedov, M. D., Tyunyatkina, A. A., Siletsky, S. A., and Semenov, A. Y. (2006) Voltage changes involving photosystem II quinone–iron complex turnover, Eur. Biophys. J., 35, 647-654, doi: 10.1007/s00249-006-0069-3.

31. Siletsky, S. A., and Konstantinov, A. A. (2012) Cytochrome c oxidase: charge translocation coupled to single-electron partial steps of the catalytic cycle, Biochim. Biophys. Acta Bioenergetics, 1817, 476-488, doi: 10.1016/j.bbabio.2011.08.003.

32. Siletsky, S. A., Soulimane, T., Belevich, I., Gennis, R. B., and Wikström, M. (2021) Specific inhibition of proton pumping by the T315V mutation in the K channel of cytochrome ba3 from Thermus thermophilus, Biochim. Biophys. Acta Bioenergetics, 1862, 148450, doi: 10.1016/j.bbabio.2021.148450.

33. Siletsky, S. A., and Gennis, R. B. (2021) Time-resolved electrometric study of the F→O transition in cytochrome c oxidase. The effect of Zn2+ ions on the positive side of the membrane, Biochemistry (Moscow), 86, 105-122, doi: 10.1134/S0006297921010107.

34. Siletsky, S. A., Belevich, I., Belevich, N. P., Soulimane, T., and Wikström, M. (2017) Time-resolved generation of membrane potential by ba3 cytochrome c oxidase from Thermus thermophilus coupled to single electron injection into the O and OH states, Biochim. Biophys. Acta Bioenergetics, 1858, 915-926, doi: 10.1016/j.bbabio.2017.08.007.

35. Siletsky, S. A., Belevich, I., Belevich, N. P., Soulimane, T., and Verkhovsky, M. I. (2011) Time-resolved single-turnover of caa3 oxidase from Thermus thermophilus. Fifth electron of the fully reduced enzyme converts OH into EH state, Biochim. Biophys. Acta Bioenergetics, 1807, 1162-1169, doi: 10.1016/j.bbabio.2011.05.006.

36. Lozier, R. H., Bogomolni, R. A., and Stoeckenius, W. (1975) Bacteriorhodopsin: A light-driven proton pump in Halobacterium halobium, Biophys. J., 15, 955-963, doi: 10.1016/S0006-3495(75)85875-9.

37. Dioumaev, A. K., Brown, L. S., Shih, J., Spudich, E. N., Spudich, J. L., and Lanyi, J. K. (2002) Proton transfers in the photochemical reaction cycle of proteorhodopsin, Biochemistry, 41, 5348-5358, doi: 10.1021/bi025563x.

38. Balashov, S. P., Petrovskaya, L. E., Lukashev, E. P., Imasheva, E. S., Dioumaev, A. K., Wang, J. M., Sychev, S. V., Dolgikh, D. A., Rubin, A. B., Kirpichnikov, M. P., and Lanyi, J. K. (2012) Aspartate-histidine interaction in the retinal Schiff base counterion of the light-driven proton pump of Exiguobacterium sibiricum, Biochemistry, 51, 5748-5762, doi: 10.1021/bi300409m.

39. Siletsky, S. A., Mamedov, M. D., Lukashev, E. P., Balashov, S. P., Dolgikh, D. A., Rubin, A. B., Kirpichnikov, M. P., and Petrovskaya, L. E. (2016) Electrogenic steps of light-driven proton transport in ESR, a retinal protein from Exiguobacterium sibiricum, Biochim. Biophys. Acta Bioenergetics, 1857, 1741-1750, doi: 10.1016/j.bbabio.2016.08.004.

40. Dioumaev, A. K., Petrovskaya, L. E., Wang, J. M., Balashov, S. P., Dolgikh, D. A., Kirpichnikov, M. P., and Lanyi, J. K. (2013) Photocycle of Exiguobacterium sibiricum rhodopsin characterized by low-temperature trapping in the IR and time-resolved studies in the visible, J. Phys. Chem. B, 117, 7235-7253, doi: 10.1021/jp402430w.

41. Balashov, S. P., Petrovskaya, L. E., Imasheva, E. S., Lukashev, E. P., Dioumaev, A. K., Wang, J. M., Sychev, S. V., Dolgikh, D. A., Rubin, A. B., Kirpichnikov, M. P., and Lanyi, J. K. (2013) Breaking the carboxyl rule: lysine 96 facilitates reprotonation of the Schiff base in the photocycle of a retinal protein from Exiguobacterium sibiricum, J. Biol. Chem., 288, 21254-21265, doi: 10.1074/jbc.M113.465138.

42. Huang, K.-S., Bayley, H., and Khorana, H. G. (1980) Delipidation of bacteriorhodopsin and reconstitution with exogenous phospholipid, Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 77, 323-327, doi: 10.1073/pnas.77.1.323.

43. Kaulen, A. D. (2000) Electrogenic processes and protein conformational changes accompanying the bacteriorhodopsin photocycle, Biochim. Biophys. Acta Bioenergetics, 1460, 204-219, doi: 10.1016/S0005-2728(00)00140-7.

44. Gushchin, I., Chervakov, P., Kuzmichev, P., Popov, A. N., Round, E., Borshchevskiy, V., Ishchenko, A., Petrovskaya, L., Chupin, V., Dolgikh, D. A., Arseniev, A. S., Kirpichnikov, M., and Gordeliy, V. (2013) Structural insights into the proton pumping by unusual proteorhodopsin from nonmarine bacteria, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 110, 12631-12636, doi: 10.1073/pnas.1221629110.

45. Zscherp, C., Schlesinger, R., Tittor, J., Oesterhelt, D., and Heberle, J. (1999) In situ determination of transient pKa changes of internal amino acids of bacteriorhodopsin by using time-resolved attenuated total reflection Fourier-transform infrared spectroscopy, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 96, 5498-5503, doi: 10.1073/pnas.96.10.5498.

46. Petrovskaya, L. E., Lukashev, E. P., Siletsky, S. A., Imasheva, E. S., Wang, J. M., Mamedov, M. D., Kryukova, E. A., Dolgikh, D. A., Rubin, A. B., Kirpichnikov, M. P., Balashov, S. P., and Lanyi, J. K. (2022) Proton transfer reactions in donor site mutants of ESR, a retinal protein from Exiguobacterium sibiricum, J. Photochem. Photobiol. B, 234, 112529, doi: 10.1016/j.jphotobiol.2022.112529.

47. Siletsky, S. A., Mamedov, M. D., Lukashev, E. P., Balashov, S. P., Dolgikh, D. A., Rubin, A. B., Kirpichnikov, M. P., and Petrovskaya, L. E. (2019) Elimination of proton donor strongly affects directionality and efficiency of proton transport in ESR, a light-driven proton pump from Exiguobacterium sibiricum, Biochim. Biophys. Acta Bioenergetics, 1860, 1-11, doi: 10.1016/j.bbabio.2018.09.365.

48. Otto, H., Marti, T., Holtz, M., Mogi, T., Lindau, M., Khorana, H. G., and Heyn, M. P. (1989) Aspartic acid-96 is the internal proton donor in the reprotonaion of the Schiff base of bacteriorhodopsin, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 86, 9228-9232, doi: 10.1073/pnas.86.23.9228.

49. Holz, M., Drachev, L. A., Mogi, T., Otto, H., Kaulen, A. D., Heyn, M. P., Skulachev, V. P., and Khorana, H. G. (1989) Replacement of aspartic acid-96 by asparagine in bacteriorhodopsin slows both the decay of the M intermediate and the associated proton movement, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 86, 2167-2171, doi: 10.1073/pnas.86.7.2167.

50. Dioumaev, A. K., Brown, L. S., Needleman, R., and Lanyi, J. K. (2001) Coupling of the reisomerization of the retinal, proton uptake, and reprotonation of Asp-96 in the N photointermediate of bacteriorhodopsin, Biochemistry, 40, 11308-11317, doi: 10.1021/bi011027d.

51. Sasaki, S., Tamogami, J., Nishiya, K., Demura, M., and Kikukawa, T. (2021) Replaceability of Schiff base proton donors in light-driven proton pump rhodopsins, J. Biol. Chem., 297, 101013, doi: 10.1016/j.jbc.2021.101013.

52. Balashov, S. P., Imasheva, E. S., Boichenko, V. A., Antón, J., Wang, J. M., and Lanyi, J. K. (2005) Xanthorhodopsin: a proton pump with a light-harvesting carotenoid antenna, Science, 309, 2061-2064, doi: 10.1126/science.1118046.

53. Luecke, H., Schobert, B., Stagno, J., Imasheva, E. S., Wang, J. M., Balashov, S. P., and Lanyi, J. K. (2008) Crystallographic structure of xanthorhodopsin, the light-driven proton pump with a dual chromophore, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 105, 16561-16565, doi: 10.1073/pnas.0807162105.

54. Ran, T., Ozorowski, G., Gao, Y., Sineshchekov, O. A., Wang, W., Spudich, J. L., and Luecke, H. (2013) Cross-protomer interaction with the photoactive site in oligomeric proteorhodopsin complexes, Acta Cryst., D69, 1965-1980, doi: 10.1107/S0907444913017575.

55. Maciejko, J., Kaur, J., Becker-Baldus, J., and Glaubitz, C. (2019) Photocycle-dependent conformational changes in the proteorhodopsin cross-protomer Asp–His–Trp triad revealed by DNP-enhanced MAS-NMR, Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 116, 8342-8349, doi: 10.1073/pnas.1817665116.

56. Morizumi, T., Ou, W.-L., Van Eps, N., Inoue, K., Kandori, H., Brown, L. S., and Ernst, O. P. (2019) X-ray crystallographic structure and oligomerization of Gloeobacter rhodopsin, Sci. Rep., 9, 1-14, doi: 10.1038/s41598-019-47445-5.

57. Siletsky, S. A., Lukashev, E. P., Mamedov, M. D., Borisov, V. B., Balashov, S. P., Dolgikh, D. A., Rubin, A. B., Kirpichnikov, M. P., and Petrovskaya, L. E. (2021) His57 controls the efficiency of ESR, a light-driven proton pump from Exiguobacterium sibiricum at low and high pH, Biochim. Biophys. Acta Bioenergetics, 1862, 148328, doi: 10.1016/j.bbabio.2020.148328.

58. Luecke, H., Schobert, B., Richter, H.-T., Cartailler, J.-P., and Lanyi, J. K. (1999) Structure of bacteriorhodopsin at 1.55 Å resolution, J. Mol. Biol., 291, 899-911, doi: 10.1006/jmbi.1999.3027.

59. Iverson, V., Morris, R. M., Frazar, C. D., Berthiaume, C. T., Morales, R. L., and Armbrust, E. V. (2012) Untangling genomes from metagenomes: revealing an uncultured class of marine Euryarchaeota, Science, 335, 587-590, doi: 10.1126/science.1212665.

60. Martin-Cuadrado, A. B., Garcia-Heredia, I., Molto, A. G., Lopez-Ubeda, R., Kimes, N., Lopez-Garcia, P., Moreira, D., and Rodriguez-Valera, F. (2015) A new class of marine Euryarchaeota group II from the Mediterranean deep chlorophyll maximum, ISME J., 9, 1619-1634, doi: 10.1038/ismej.2014.249.

61. Finkel, O. M., Béjà, O., and Belkin, S. (2013) Global abundance of microbial rhodopsins, ISME J., 7, 448-451, doi: 10.1038/ismej.2012.112.

62. Gómez-Consarnau, L., Raven, J. A., Levine, N. M., Cutter, L. S., Wang, D., Seegers, B., Arístegui, J., Fuhrman, J. A., Gasol, J. M., and Sañudo-Wilhelmy, S. A. (2019) Microbial rhodopsins are major contributors to the solar energy captured in the sea, Sci. Adv., 5, eaaw8855, doi: 10.1126/sciadv.aaw8855.

63. Kojima, K., Shibukawa, A., and Sudo, Y. (2020) The unlimited potential of microbial rhodopsins as optical tools, Biochemistry, 59, 218-229, doi: 10.1021/acs.biochem.9b00768.

64. De Grip, W. J., and Ganapathy, S. (2022) Rhodopsins: an excitingly versatile protein species for research, development and creative engineering, Front. Chem., 10, 879609, doi: 10.3389/fchem.2022.879609.

65. Emiliani, V., Entcheva, E., Hedrich, R., Hegemann, P., Konrad, K. R., Lüscher, C., Mahn, M., Pan, Z.-H., Sims, R. R., Vierock, J., and Yizhar, O. (2022) Optogenetics for light control of biological systems, Nat. Rev. Meth. Primers, 2, 55, doi: 10.1038/s43586-022-00136-4.