БИОХИМИЯ, 2022, том 87, вып. 12, с. 2033–2045

РЕГУЛЯРНЫЕ СТАТЬИ

УДК 616-006.6

Выяснение роли адаптерного белка Anks1a в регуляции подвижности клеток рака молочной железы

© 2022 А.О. Жолудева 1, М.Е. Ломакина 1,2, Е.А. Орлова 1, Я. Ванг 2, А. Фокин 2, А. Полесская 2, А.М. Готро 2, А.Ю. Александрова 1*tonya_alex@yahoo.com

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии имени Н.Н. Блохина» Минздрава России, 115478 Москва, Россия

Национальный центр научных исследований Франции, Политехническая школа, Парижский политехнический институт, 91120 Палезо, Франция

Поступила в редакцию 20.09.2022
После доработки 30.10.2022
Принята к публикации 31.10.2022

DOI: 10.31857/S0320972522120193

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: Anks1a, клеточная подвижность, рак молочной железы, метастазирование.

Аннотация

Критическим этапом опухолевой прогрессии является эпителиально-мезенхимальный переход, в результате которого опухолевые клетки (ОК) приобретают способность к мезенхимальной миграции, основным регулятором которой является сигнальный путь Rac→WAVE→Arp2/3. Ранее было показано, что белки, взаимодействующие с Rac, могут регулировать мезенхимальную миграцию и влиять на эффективность метастазирования. Поиск новых регуляторов миграции является актуальной теоретической и практической задачей. Одним из белков, взаимодействующих с Rac, является адаптерный белок Anks1a, изменение экспрессии которого показано для многих опухолей. Задачей исследования было выяснение вопроса, влияет ли Anks1а на подвижность ОК и каков механизм его действия. Предполагается, что Anks1a может оказывать влияние на миграцию ОК либо как эффектор Rac1, либо за счет усиления интенсивности обмена рецепторов к эпидермальному фактору роста HER2. Был исследован эффект усиления и подавления экспрессии Anks1a на миграцию клеток рака молочной железы (МЖ) с разным статусом HER2. Показано, что Anks1a взаимодействует с активированной формой Rac1. В линии MDA-MB-231 (тройной негативный рак), в которой отсутствуют HER2, Anks1a накапливается на активном крае клетки, для которого характерно обогащение активным Rac1. Тогда как у клеток SK-BR-3 (HER2 оверэкспрессирован) не наблюдалось концентрации Anks1a на активном крае. Подавление экспрессии Anks1a практически не влияет на подвижность ОК, лишь немного увеличивается скорость миграции у MDA-MB-231. Оверэкспрессия Anks1a приводит к увеличению скорости движения лишь у клеток SK-BR-3, т.е оказывает влияние на миграцию только в том случае, когда есть оверэкспрессия HER2. Мы показали, что Anks1a является эффектором активированного Rac1, но его влияние в этом качестве на исследованные нами клетки МЖ минимально. Anks1a может оказывать влияние на подвижность клеток МЖ благодаря его участию в механизме обмена рецепторов к EGF.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена в рамках Международной ассоциированной лаборатории (ЛИА) «Поиск и характеристика новых белков, регулирующих клеточное движение и отвечающих за диссеминацию опухолевых клеток» и поддержана Российским фондом фундаментальных исследований НЦНИЛ_а (грант № 18-54-16006).

Вклад авторов

А.Ю. Александрова, А.М. Готро – концепция и руководство работой; А.О. Жолудева, М.Е. Ломакина, Е.А. Орлова, Я. Ванг, А. Фокин, А. Полесская – проведение экспериментов; А.Ю. Александрова, А.М. Готро, А.О. Жолудева, М.Е. Ломакина, А. Фокин, А. Полесская – обсуждение результатов исследования; А.Ю. Александрова, А.О. Жолудева, М.Е. Ломакина, А. Фокин – написание и редактирование текста.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с использованием людей и животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Hanahan, D., and Weinberg, R. A. (2011) Hallmarks of cancer: the next generation, Cell, 144, 646-674, doi: 10.1016/j.cell.2011.02.013.

2. Svitkina, T. (2018) The actin cytoskeleton and actin-based motility, Cold Spring Harb. Perspect. Biol., 10, a018267, doi: 10.1101/cshperspect.a018267.

3. Bonello, T. T., Stehn, J. R., and Gunning, P. W. (2009) New approaches to targeting the actin cytoskeleton for chemotherapy, Future Med. Chem., 1, 1311-1331, doi: 10.4155/fmc.09.99.

4. Raftopoulou, M., and Hall, A. (2004) Cell migration: Rho GTPases lead the way, Dev. Biol., 265, 23-32, doi: 10.1016/j.ydbio.2003.06.003.

5. Hall, A., and Nobes, C. D. (2000) Rho GTPases: molecular switches that control the organization and dynamics of the actin cytoskeleton, Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci., 355, 965-970, doi: 10.1098/rstb.2000.0632.

6. Krugmann, S., Jordens, I., Gevaert, K., Driessens, M., Vandekerckhove, J., and Hall, A. (2001) Cdc42 induces filopodia by promoting the formation of an IRSp53: Mena complex, Curr. Biol., 11, 1645–1655, doi: 10.1016/s0960-9822(01)00506-1.

7. Charras, G., and Paluch, E. (2008) Blebs lead the way: how to migrate without lamellipodia, Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 9, 730-736, doi: 10.1038/nrm2453.

8. Wang, W., Wyckoff, J. B., Frohlich, V. C., Oleynikov, Y., Hüttelmaier, S. et al. (2002) Single cell behavior in metastatic primary mammary tumors correlated with gene expression patterns revealed by molecular profiling, Cancer Res., 62, 6278-6288.

9. Wang, W., Wyckoff, J. B., Goswami, S., Wang, Y., Sidani, M., et al. (2007) Coordinated regulation of pathways for enhanced cell motility and chemotaxis is conserved in rat and mouse mammary tumors, Cancer Res., 67, 3505-3511, doi: 10.1158/0008-5472.CAN-06-3714.

10. Pankov, R., Endo, Y., Even-Ram, S., Araki, M., Clark, K., Cukierman, E., Matsumoto, K., and Yamada, K. M. (2005) A Rac switch regulates random versus directionally persistent cell migration, J. Cell Biol., 170, 793-802, doi: 10.1083/jcb.200503152.

11. Zhou, K., Rao, J., Zhou, Z. H., Yao, X. H., Wu, F., Yang, J., Yang, L., Zhang, X., Cui, Y.-H., Bian, X.-W., Shi, Yu, and Ping, Yi-F. (2018), RAC1-GTP promotes epithelial-mesenchymal transition and invasion of colorectal cancer by activation of STAT3, Lab. Invest., 98, 989-998, doi: 10.1038/s41374-018-0071-2.

12. Kurisu, S., Suetsugu, S., Yamazaki, D., Yamaguchi, H., and Takenawa, T. (2005) Rac-WAVE2 signaling is involved in the invasive and metastatic phenotypes of murine melanoma cells, Oncogene, 24, 1309-1319, doi: 10.1038/sj.onc.1208177.

13. Rana, P. S., Alkrekshi, A., Wang, W., Markovic, V., and Sossey-Alaoui, K. (2021) The role of WAVE2 signaling in cancer, Biomedicines9,1217, doi: 10.3390/biomedicines9091217.

14. Taniuchi, K., Yawata, T., Tsuboi, M., Ueba, T., and Saibara, T. (2019) Efficient delivery of small interfering RNAs targeting particular mRNAs into pancreatic cancer cells inhibits invasiveness and metastasis of pancreatic tumors, Oncotarget, 10, 2869-2886, doi: 10.18632/oncotarget.26880.

15. Takahashi, K., and Suzuki, K. (2011) WAVE2, N-WASP, and Mena facilitate cell invasion via phosphatidylinositol 3-kinase-dependent local accumulation of actin filaments, J. Cell Biochem., 112, 3421-3429, doi: 10.1002/jcb.23276.

16. Wang, W., Eddy, R., and Condeelis, J. (2007) The cofilin pathway in breast cancer invasion and metastasis, Nat. Rev. Cancer, 7, 429-440, doi: 10.1038/nrc214.

17. Sinha, P., Hütter, G., Köttgen, E., Dietel, M., Schadendorf, D., and Kage, H. (1999) Increased expression of epidermal fatty acid binding protein, cofilin, and 14-3-3-sigma (stratifin) detected by two-dimensional gel electrophoresis, mass spectrometry and microsequencing of drug-resistant human adenocarcinoma of the pancreas, Electrophoresis, 20, 2952-2960, doi: 10.1002/(SICI)1522-2683(19991001)20:14<2952::AID-ELPS2952>3.0.CO;2-H.

18. Gunnersen, J. M., Spirkoska, V., Smith, P. E., Danks, R. A., and Tan, S. S. (2000) Growth and migration markers of rat C6 glioma cells identified by serial analysis of gene expression, Glia, 32, 146-154.

19. Davila, M., Frost, A. R., Grizzle, W. E., and Chakrabarti, R. (2003) LIM kinase 1 is essential for the invasive growth of prostate epithelial cells: implications in prostate cancer, J. Biol. Chem., 278, 36868-36875, doi: 10.1074/jbc.M306196200.

20. Yoshioka, K., Foletta, V., Bernard, O., and Itoh, K. (2003) A role for LIM kinase in cancer invasion, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 100, 7247-7252, doi: 10.1073/pnas.1232344100.

21. Pandey, A., Blagoev, B., Kratchmarova, I., Fernandez, M., Nielsen, M., Kristiansen, T. Z., Ohara, O., Podtelejnikov, A. V., Roche, S., Lodish, H. F., and Mann, M. (2002) Cloning of a novel phosphotyrosine binding domain containing molecule, Odin, involved in signaling by receptor tyrosine kinases, Oncogene, 21, 8029-8036, doi: 10.1038/sj.onc.1205988.

22. Shin, J., Gu, C., Park, E., and Park, S. (2007) Identification of phosphotyrosine binding domain-containing proteins as novel downstream targets of the EphA8 signaling function, Mol. Cell Biol., 27, 8113-8126, doi: 10.1128/MCB.00794-07.

23. Casaletto, J. B., and McClatchey, A. I. (2012) Spatial regulation of receptor tyrosine kinases in development and cancer, Nat. Rev. Cancer, 12, 387-400, doi: 10.1038/nrc3277.

24. Lemmon, M. A., and Schlessinger, J. (2010) Cell signaling by receptor tyrosine kinases, Cell, 141, 1117-1134, doi: 10.1016/j.cell.2010.06.011.

25. Park, S., Lee, H., Lee, J., Park, E., and Park, S. (2019) Ependymal cells require Anks1a for their proper development, Mol. Cells, 42, 245-251, doi: 10.14348/molcells.2018.0432.

26. Lee, Y., Yoon, K. A., Joo, J., Lee, D., Bae, K., Han, Ji-Y., and Lee, J.-S. (2013) Prognostic implications of genetic variants in advanced non-small cell lung cancer: a genome-wide association study, Carcinogenesis, 34, 307-313, doi: 10.1093/carcin/bgs356.

27. Lee, H., Noh, H., Mun, J., Gu, C., Sever, S., and Park, S. (2016) Anks1a regulates COPII-mediated anterograde transport of receptor tyrosine kinases critical for tumorigenesis, Nat. Commun., 7, 12799, doi: 10.1038/ncomms12799.

28. Tong, J., Sydorskyy, Y., St-Germain, J. R., Taylor, P., Tsao, M. S., and Moran, M. F. (2013) Odin (ANKS1A) modulates EGF receptor recycling and stability, PLoS One, 8, e64817, doi: 10.1371/journal.pone.006481.

29. Kristiansen, T. Z., Nielsen, M. M., Blagoev, B., Pandey, A., and Mann, M. (2004) Mouse embryonic fibroblasts derived from Odin deficient mice display a hyperproliiferative phenotype, DNA Res., 11, 285-292.

30. Sladitschek, H. L., and Neveu, P. A. (2015) MXS-chaining: a highly efficient cloning platform for imaging and flow cytometry approaches in mammalian systems, PLoS One, 10, e0124958, doi: 10.1371/journal.pone.0124958.

31. Molinie, N., Rubtsova, S. N., Fokin, A., Visweshwaran, S. P., Rocques, N., Polesskaya, A., Schnitzler, A., Vacher, S., Denisov, E. V., Tashireva, L. A., Perelmuter, V. M., Cherdyntseva, N. V., Bièche, I., and Gautreau, A. M. (2019) Cortical branched actin determines cell cycle progression, Cell Res., 29, 432-445, doi: 10.1038/s41422-019-0160-9.

32. Gorelik, R., and Gautreau, A. (2014) Quantitative and unbiased analysis of directional persistence in cell migration, Nat. Protoc., 9, 1931-1943, doi: 10.1038/nprot.2014.131.

33. Holliday, D. L., and Speirs, V. (2011) Choosing the right cell line for breast cancer research, Breast Cancer Res., 13, 215, doi: 10.1186/bcr2889.

34. Kraynov, V. S., Chamberlain, C., Bokoch, G. M., Schwartz, M. A., Slabaugh, S., and Hahn, K. N. (2000) Localized Rac activation dynamics visualized in living cells, Science, 290, 333-337, doi: 10.1126/science.290.5490.333.

35. Mehidi, A., Rossier, O., Schaks, M., Chazeau, A., Binamé, F., Remorino, A., Coppey, M., Karatas, Z., Sibarita, J.-P., Rottner, K., Moreau, V., and Giannone, G. (2019) Transient activations of Rac1 at the lamellipodium tip trigger membrane protrusion, Curr. Biol., 29, 2852-2866.e5, doi: 10.1016/j.cub.2019.07.035.

36. Itoh, R. E., Kurokawa, K., Ohba, Y., Yoshizaki, H., Mochizuki, N., and Matsuda, M. (2002) Activation of rac and cdc42 video imaged by fluorescent resonance energy transfer-based single-molecule probes in the membrane of living cells, Mol. Cell Biol., 22, 6582-6591, doi: 10.1128/MCB.22.18.6582-6591.2002.

37. Steffen, A., Ladwein, M., Dimchev, G. A., Hein, A., Schwenkmezger, L., Arens, S., Ladwein, K. I., Holleboom, J. M., Schur, F., Small, J. V., Schwarz, J., Gerhard, R., Faix, J., Stradal, T. E. B., Brakebusch, C., and Rottner, K. (2013) Rac function is crucial for cell migration but is not required for spreading and focal adhesion formation, J. Cell Sci., 126, 4572-4588, doi: 10.1242/jcs.118232.

38. Weiss-Haljiti, C., Pasquali, C., Ji, H., Gillieron, C., Chabert, C., Curchod, M. L., Hirsch, E., Ridley, A. J., van Huijsduijnen, R. H., Camps, M., and Rommel, C. (2004) Involvement of phosphoinositide 3-kinase gamma, Rac, and PAK signaling in chemokine-induced macrophage migration, J. Biol. Chem., 279, 43273-43284, doi: 10.1074/jbc.M402924200.